Infektionspathologie

Mehrere Forschungsgruppen am Institut für Veterinärpathologie arbeiten auf dem Gebiet der Pathogenese und Diagnostik spezifischer viraler und bakterieller Infektionskrankheiten. Dies erfolgt in Zusammenarbeit mit Klinikern, Virologen und Molekularbiologen, nicht nur in der Veterinär-, sondern auch der Humanmedizin.

Aufgrund dieser Expertise hat das Institut einen Schwerpunkt in der Diagnostik von Infektionskrankheiten, sowohl intra vitam als auch post mortem. Ein Teil unserer spezifischen diagnostischen Tools ist auf der Basis unserer Forschungsergebnisse entwickelt worden. Hierzu gehören der intra vitam- und post mortem-Nachweis der Felinen Infektiösen Peritonitis (FIP) und der Boid Inclusion Body Disease (BIBD) sowie der Nachweis einer Bovinen Virus Diarrhoe Virus (BVDV)-Infektion. Einige Schwerpunkte unserer Arbeit werden in der Folge vorgestellt.

Reptiliendiagnostik

Einschlusskörperchen-Krankheit der Boiden (English text below)

Die Einschlusskörperchen-Krankheit der Boiden (Boid inclusion body disease; BIBD) wurde in den 1970er Jahren zuerst beschrieben. BIBD ist eine zunehmend wichtige Erkrankung von Boas und Pythons in Gefangenschaft und kann ganze Schlangenbestände auslöschen. Die Ursache für BIBD war lange unbekannt, erst vor wenigen Jahren wurde bei erkrankten Schlangen eine Infektion mit Reptarenaviren nachgewiesen.

BIBD befällt Boidae zahlreicher Familien, einschliesslich Boa constrictor und Python spp. Bei Boas wird ein sehr variabler Krankheitsverlauf beobachtet. Befallene Tiere sterben oft innerhalb von Wochen oder Monaten, können aber auch symptomfreie Träger werden. Im Unterschied dazu entwickeln Pythons generell innerhalb weniger Wochen schwere neurologische Symptome, die zum Tod des Tieres führen. Die Prävalenz von BIBD in Schlangenpopulationen in Gefangenschaft ist bisher nicht bekannt. Bei wildlebenden Schlangen ist die Krankheit noch nicht beschrieben worden. Der natürliche Wirt der BIBD-assoziierten Reptarenaviren (RAV) ist ebenso unbekannt.

Unsere Forschungsgruppe ("The BIBD Group") aus Veterinärpathologen und Virologen arbeitet daran, die Pathogenese der BIBD aufzudecken und zuverlässige diagnostische Methoden für BIBD zu etablieren. Der molekulare Nachweis einer RAV-Infektion ist möglich, wird jedoch durch die hohe Variabilität der Viren erschwert, was die Sensitivität dieser Herangehensweise mindert. Derzeit stellt eine Virusisolierung in Boazellkulturen immer noch die sensitivste Methode dar. Diese Technik ist jedoch zeitlich und finanziell sehr aufwändig und kann nur schwer etabliert werden. Daher versuchen wir, kombinierte Methoden zum Nachweis der Infektion zu entwickeln. Siehe mehr zur Forschung unter:  Boid Inclusion Body Disease

Boid Inclusion Body Disease

Boid inclusion body disease (BIBD) has first been described in the 1970s and is a disease of increasing relevance for captive boid snakes, as it has the potential to wipe out entire snake collections. The aetiology of BIBD remained enigmatic until the identification of arenaviruses in BIBD-positive snakes a few years back.

BIBD affects various boid species from different families, including Boa constrictor and Python spp. In boas, the disease course is variable. Animals either die within weeks or months or become asymptomatic carriers. In contrast, pythons generally develop severe fatal neurological symptoms within a few weeks. The prevalence of BIBD in captive boid populations is still unknown, and so far BIBD has not been reported in wild snakes. The natural host(s) of reptarenaviruses (RAV), if any beyond the constrictor snakes themselves, is not known.

Our research group ("The BIBD Group"), consisting of veterinary pathologists and virologists, is trying to reveal the pathogenesis of BIBD, but is also working on establishing reliable diagnostic tools for BIBD. Molecular detection of RAV infection is possible. However, the high variability of RAV complicates the situation and reduces the sensitivity of this approach. At present, virus isolation in boid cell cultures is still the most sensitive method. However, it is time consuming, expensive and difficult to establish. Therefore, we are trying to develop combined methods for the detection of RAV infection. Learn more here: Boid Inclusion Body Disease

 

Nidovirus-assoziierte Pneumonie der Pythons (English text below)

Seit 2014 werden Nidoviren mit einer chronischen, oft tödlich verlaufenden Pneumonie bei verschiedenen Pythonspezies in Verbindung gebracht. Erkrankte Tiere können ohne vorherige klinische Symptome versterben, in anderen Fällen wird vor dem Tod akute oder chronisch rezidivierende Atemnot mit starker Schleimproduktion beschrieben. Da das Virus die gesamten oberen und unteren Atemwege infiziert, wird vor allem eine aerogene Infektion als Übertragungsweg angenommen. Die Viren können darüber hinaus auch im Kot infizierter Tiere nachgewiesen werden.

Wir haben veschiedene, komplementäre Methoden zum Nachweis von Pythen-Nidoviren etabliert. An verendeten Tieren erfolgt der Nachweis von Nidovirus-Antigen im Respirationstrakt mittels Immunhistologie. Hierbei wird das Virus in unmittelbarem Zusammenhang mit den Läsionen dargestellt. Zusätzlich ist der Nachweis von Virus-RNA mittels RT-PCR im Gewebe möglich. Am lebenden Tier kann das Virus mittels RT-PCR an Lungenspülproben und aus Trockentupfern (Choane und Kloake) nachgewiesen werden. Ein positiver Befund bestätigt hierbei nur die virale Infektion; ob diese zu klinischen Symptomen oder dem Tod des Tieres führen wird, kann bisher nicht vorausgesagt werden.

 

Nidovirus-associated pneumonia in pythons

Nidoviruses have recently been observed increasingly as the cause of an often fatal, chronic pneumonia in various python species. Diseased animals can die suddenly without prior clinical signs or present acute or chronically recurrent respiratory distress with expulsion of mucus. The virus infects the entire upper and lower respiratory tract, suggesting an airborne infection. Viral shedding with the faeces has also been demonstrated. 

We have now established a comprehensive set of diagnostic tools for python nidoviruses. In fatal cases, nidovirus infection can be confirmed by immunohistology on post mortem tissue samples of the respiratory tract. This allows to confirm the association of the virus with the pathological changes. In addition, we can detect the viral RNA in affected tissue via RT-PCR. In living snakes, the diagnosis is based on the detection of nidovirus RNA via RT-PCR in tracheal/lung lavage fluid or choanal/cloacal cotton swabs. A positive result confirms the infection; so far, however, we cannot predict whether the infection will lead to clinical signs, and whether the clinical disease in infected snakes will lead to the animals' death. 

Due to the high susceptibility of various snake species nidovirus infections must be taken into consideration as a cause of respiratory diseases of reptiles in future investigations.


 

Infektionskrankheiten der Katze

Die Forschungsgruppe "Virusinfektionen der Katze" unter der Leitung von Prof. Anja Kipar beschäftigt sich mit der Pathogenese der Felinen Infektiösen Peritonitis (FIP) sowie anderen, v.a. respiratorischen Viruserkrankungen der Katze.

Anja Kipar, Dr.med.vet., DiplECVP, FRCPath, FTA und FVH (Pathologie), MRCVS, hat Tiermedizin in Giessen studiert, wo sie am Institut für Veterinär-Pathologie auch promoviert und ihre Fachtierarztausbildung gemacht hat. Nach einer mehrjährigen Tätigkeit am Institut für Veterinär-Pathologie der Universität Leipzig hat sie wiederum in Giessen gearbeitet und dort auch mit einer Arbeit zur Pathogenese der Felinen Infektiösen Peritonitis habilitiert. Nach 10-jähriger Tätigkeit als Senior Lecturer und Professor of Veterinary Pathology an der Universität Liverpool (Grossbritannien) und zwei Jahren als Professorin an der Universität Helsinki (Finnland) hat sie 2013 die Leitung des Instituts für Veterinärpathologie an der Vetsuisse Fakultät Zürich übernommen. Ihr Veterinärmedizin-spezifisches wissenschafliches Interesse liegt vor allem in der Pathologie der Katze, mit besonderem Schwerpunkt auf der Pathogenese der Felinen Infektiösen Peritonitis. Anja Kipar arbeitet seit mehreren Jahren mit Dr. Marina Meli am Veterinärmedizinischen Labor der Vetsuisse Fakultät Zürich zusammen, was sich in mehreren gemeinsamen Publikationen widerspiegelt.

In Zusammenarbeit mit Pathologen an der Universität Liverpool (Grossbritannien) und der Justus-Liebig- Universität Giessen (Deutschland) erforscht die Gruppe auch die Pathogenese von anderen Virus-bedingten Systemerkrankungen sowie Pneumonien der Katze, mit Schwerpunkt auf das Feline Calicivirus (FCV) sowie das Feline Herpesvirus (FHV-1). In der Vergangenheit hat sie auch an Virus-bedingten Enteritiden (FeLV-assoziierte Enteritis, feline Panleukopenie, Coronavirusenteritis) gearbeitet. Diese Arbeiten haben zu einer Reihe von Publikationen geführt.

Chlamydiendiagnostik – Nationales und internationales Referenzlabor für Chlamydienabort bei Schaf und Ziege

Einleitung

Chlamydia abortus (Erreger des Chlamydienabortes) spielt in der Schweiz als häufigster infektiöser Aborterreger bei Schaf und Ziege eine grosse wirtschaftliche Rolle. Zudem handelt es hierbei um einen Erreger mit zoonotischem Potential. Am meisten gefährdet sind schwangere Frauen, welche nach Kontakt mit lammenden/abortierenden Schafen und Ziegen selber einen Abort (Fehlgeburt) erleiden können.

 

Übersicht Angebot IVPZ

Das IVPZ bietet im Rahmen der Routinediagnostik sowie als nationales (BLV, Bundesamt für Lebensmittelsicherheit und Veterinärwesen) und internationales (OIE, Office International des Epizooties) Referenzlabor Methoden zum direkten oder indirekten Chlamydiennachweis an. Die Chlamydiendiagnostik ist seit 2008 gemäss ISO/EN 17025 akkreditiert und kann aus verschiedenen Proben aller Tierarten durchgeführt werden.

 

Direkter Erregernachweis (Molekulare Diagnostik, Immunhistochemie)

Der direkte Nachweis einer Chlamydieninfektion (Nachweis von Chlamydiaceae) erfolgt routinemässig mittels real-time PCR (Screeningverfahren). Im Falle eines positiven Resultates in der real-time PCR wird anschliessend zur Chlamydienspeziesidentifikation eine Chiptechnologie (Arraymate Microarray) eingesetzt, die es zusätzlich erlaubt Mischinfektionen zu erkennen. Auf Anfrage sind zudem weiterführende molekulare Untersuchungen möglich: konventionelle 16S rRNA-PCR gefolgt von Sequenzierung und Sequenzanalyse (Identifikation neuer Chlamydienspezies), Multilocus sequence typing (MLST) zur Genotypisierung von Chlamydia psittaci, Chlamydia pecorum und Chlamydia suis. MLST von anderen Chlamydienspezies auf Anfrage.

Für die molekulare Diagnostik eignen sich sowohl frische als auch gefrorene oder bereits fixierte Proben/Gewebe (Tupfer, Kot, Milch, fixierte Gewebe etc.), beziehungsweise bereits extrahiertes DNA-Material.

Zudem besteht mittels Immunhistochemie die Möglichkeit Chlamydienantigen im Formalin-fixierten und Paraffin-eingebetteten Gewebe nachzuweisen.

 

Indirekter Erregernachweis (Serologie)

Indirekte Nachweisverfahren (Serologie) stehen für Blutproben/Seren von Rind, Schaf und Ziege zur Verfügung. Die Serologie erfolgt ebenfalls in einem 2-stufigem Verfahren (1. Chlamydiosis Total Ab ELISA: Screening-Nachweis von Antikörpern gerichtet gegen Chlamydia pecorum und Chlamydia abortus, 2. ID-Vet: gezielter Nachweis von Antikörpern gegen Chlamydia abortus). Der 2. ELISA-Test (ID-Vet) wird nur durchgeführt, wenn der 1. Test (Chlamydiosis Total Ab ELISA) positiv ausfällt.

 

Weitere Diagnostikangebote: Isolation und Antibiotikaresistenzprüfung

Auf Anfrage isolieren wir Chlamydienstämme in der Zellkultur und führen danach weiterführende Untersuchungen auf mögliche Antibiotikaresistenzen (v.a. Tetrazykline) von Chlamydienstämmen durch. Dies erfolgt im Rahmen von kleineren Forschungsprojekten oder Therapieoptimierungsmassnahmen.

 

Versand und weitere Beratung

Details zur Einsendung von Proben für die Chlamydiendiagnostik sind dem Merkblatt (PDF, 230 KB)zu entnehmen oder können jederzeit telefonisch oder per E-Mail erfragt werden.

Proben sollten vorzugsweise mittels Express oder A-Post verschickt werden. Kühlung wird empfohlen falls der Transport mehr als einen Arbeitstag beansprucht. Für Tupferproben raten wir, dass Trockentupfer ohne Transportmedium verwendet werden. Auf Anfrage stellen wir spezielle Abstrichtupfer (flocked swab, Firma Copan) für die Untersuchung gratis zur Verfügung. Für Chlamydiendiagnostikeinsendungen kann folgendes Formular (DOTX, 90 KB) verwendet werden. Gerne steht Ihnen das Chlamydiendiagnostikteam auch beratend zur Seite (Leitung: Prof. Nicole Borel +41 (0) 44 635 85 63 oder nicole.borel@uzh.ch, Dr. Hanna Marti oder med. vet. Jasmin Kuratli: +41 (0) 44 635 85 89, hanna.marti@uzh.ch oder jasmin.kuratli@uzh.ch).

 

Preise Chlamydiendiagnostik und Forschung

 

Diagnostik

Methode

Preis*

Kommentar

Molekulare Diagnostik

CHF 67

Einzeluntersuchung

CHF 37

Zusatzuntersuchung bei Sektionsfällen

CHF 33

Weiterführende Untersuchung: 16S rRNA-PCR gefolgt von Sequenzierung und Sequenzanalyse

Serologie

CHF 37

 

Immunhistochemie

CHF 45

Von Schnitten

CHF 20

Als Zusatzuntersuchung bei Sektionsfällen

CHF 30

Als Zusatzuntersuchung bei Biopsien

*Preise exklusive Mehrwertsteuer, pro Fall

 

Forschung:

Preise nach Rücksprache

 

Dauer bis Fallabschluss

Alle Untersuchungen werden einmal pro Woche durchgeführt, bei Notfällen nach Rücksprache sofort nach Eingang des Probenmaterials.

 

Chlamydiendiagnostik bei der Schlange

Eine Infektion mit Chlamydien bei Schlangen (sowie anderen Reptilien und Amphibien) kann mittels real-time PCR anhand von Tupferproben aus der Choanae und/oder Kloake diagnostiziert werden. Hierzu empfehlen wir spezielle Abstrichtupfer ohne Medium (flocked swab, Firma Copan), die wir gerne auf Anfrage gratis zur Verfügung stellen. Mit diesen Abstrichtupfern können Epithelzellen gewonnen werden, in denen sich die Chlamydien als obligat intrazelluläre Bakterien vermehren. Im Falle eines positiven Nachweises mittels PCR werden die Chlamydien-positiven Proben mittels weiterführender Chiptechnologie und allfälliger Sequenzierung genauer charakterisiert. Kürzlich konnte gezeigt werden, dass nicht nur Chlamydia pneumoniae bei Schlangen bzw. anderen Reptilien vorkommt, sondern auch neue bis anhin unbekannte Chlamydienspezies. Chlamydieninfektionen bei Schlangen können zu granulomatösen Entzündungen in den inneren Organen, proliferativen Pneumonien, Enteritis, Myokarditis aber auch zu klinisch inapparenten Infektionen führen. Allenfalls können subklinische Infektionen unter Stressbedingungen auch unerwartete Todesfälle zur Folge haben. Post mortem kann eine Chlamydieninfektion mittels Histologie in Kombination mit Immunhistochemie und/oder PCR in Organläsionen diagnostiziert werden.

 

Bovine Spongiforme Enzephalopathie (BSE)

Methode: Immunchromatographie (Prionics®-Check PrioSTRIP

Einsendungsmaterial: Gehirn (Obex-Region) unfixiert

Bitte verpacken Sie das Material sicher und senden es per Post (A-Post) oder Kurier. Verpackungsmaterial steht zur Verfügung und kann auf Anfrage zugesandt werden.

Probenannahme: Montag bis Freitag, bis 13 Uhr

Berichterstattung: Proben, die bis 13 Uhr angeliefert wurden, werden am gleichen Tag bearbeitet. Bitte teilen Sie uns mit, ob Sie das Resultat per E-Mail oder per Fax erhalten möchten (auf Antrag zu vermerken).

Bovine Virus Diarrhoe Virus (BVD)

Methode

Immunhistologischer Antigen-Nachweis an Gewebeproben, Immunperoxidase Methode (EnVision® Dako bzw. ChemMate® Dako)

Einsenden

a) Nachweis einer persistenten Virusinfektion an Hautbiopsien (von lebenden Tieren):Unfixierte Stanzbiopsien (6 mm Ø) einsenden.(Entnahmestelle nicht kritisch, z.B. seitlich am Hals

b) Nachweis einer BVD Virus Infektion an Gewebeproben toter Tiere: Ganzer Tierkörper oder unfixierte Proben von Zunge, Schilddrüse und Haut. Auch andere Organe wie z.B. Gehirn, Niere, Pankreas, Speicheldrüse, lymphatische Organe sind für den Virusnachweis geeignet. Mit gewissen Einschränkungen lässt sichVirusantigen auch in formalinfixierten Gewebeproben nachweisen.

Dauer bis Resultat

Für unfixierte Proben 1 bis 3 Tage, für fixierte Proben 1 Woche.Der Test wird jeweils an Dienstagen und Freitagen durchgeführt. Die Proben müssen bis spätestens um 10 Uhr im Labor sein.

Border Disease Virus (Schaf, Ziege)

Methode

Immunhistologischer Antigen-Nachweis an unfixierten Gewebeproben, Immunperoxidase Methode (EnVision® Dako bzw. ChemMate® Dako)

Einsenden

a) Nachweis einer Border Disease Virus Infektion an Gewebeproben toter Tiere: Ganzer Tierkörper oder unfixierte Proben von Zunge, Schilddrüse und Haut. Auch andere Organe wie z.B. Gehirn, Niere, Pankreas, Speicheldrüse, lymphatische Organe sind für den Virusnachweis geeignet. Mit gewissen Einschränkungen lässt sichVirusantigen auch in formalinfixierten Gewebeproben nachweisen.

b) Nachweis einer persistenten Virusinfektion : Hautbiopsien (von lebenden Tieren), unfixierte Stanzbiopsien (6 mm Ø) einsenden. (Entnahmestelle nicht kritisch, z.B. seitlich am Hals)

Dauer bis Resultat

1 bis 3 Tage