Infektionspathologie

Mehrere Forschungsgruppen am Institut für Veterinärpathologie arbeiten auf dem Gebiet der Pathogenese und Diagnostik spezifischer viraler und bakterieller Infektionskrankheiten. Dies erfolgt in Zusammenarbeit mit Klinikern, Virologen und Molekularbiologen, nicht nur in der Veterinär-, sondern auch der Humanmedizin.

Aufgrund dieser Expertise hat das Institut einen Schwerpunkt in der Diagnostik von Infektionskrankheiten, sowohl intra vitam als auch post mortem. Ein Teil unserer spezifischen diagnostischen Tools ist auf der Basis unserer Forschungsergebnisse entwickelt worden. Hierzu gehören der intra vitam- und post mortem-Nachweis der Felinen Infektiösen Peritonitis (FIP) und der Boid Inclusion Body Disease (BIBD) sowie der Nachweis einer Bovinen Virus Diarrhoe Virus (BVDV)-Infektion. Einige Schwerpunkte unserer Arbeit werden in der Folge vorgestellt.

Einschlusskörperchen-Krankheit der Boiden (English text below)

Die Einschlusskörperchen-Krankheit der Boiden (Boid inclusion body disease; BIBD) gilt seit den 1970er Jahren als eine der wichtigsten Infektionskrankheiten von Boa- und Pythonbeständen. Die Erkrankung wird durch hoch divergente Reptarenaviren verursacht. Bei Boas wird ein sehr variabler Krankheitsverlauf beobachtet. Befallene Tiere sterben oft innerhalb von Wochen oder Monaten, können aber auch symptomfreie Träger werden. Im Unterschied dazu entwickeln Pythons generell innerhalb weniger Wochen schwere neurologische Symptome, die zum Tod des Tieres führen.

Unsere Forschungsgruppe ("The BIBD Group") aus Veterinärpatholog*innen, Molekularbiolog*innen, Virolog*innen und Epidemiolog*innen arbeitet vor allem daran, die Pathogenese der BIBD aufzudecken, Ziel ist aber auch, zuverlässige diagnostische Methoden für BIBD zu etablieren. Als Gold-Standard für die Diagnose der Erkrankung gilt der Nachweis von charakteristischen intrazytoplasmatischen Einschlusskörperchen in Blutzellen (hierzu werden Blutausstriche zytologisch und/oder immunzytologisch untersucht) oder in Zellen einer Gewebebiopsie (z.B. Leberbiopsie). Tiere, die Einschlusskörperchen aufweisen, sind als erkrankt anzusehen, auch wenn sie zum Untersuchungszeitpunkt keine klinischen Symptome aufweisen. Bevor infizierte Tiere jedoch Einschlusskörperchen in den Blutzellen entwickeln, können sie über einen längeren Zeitraum mit den Viren infiziert sein und diese vermutlich auch ausscheiden. Dementsprechend stellen sie potentielle Ansteckungsquellen für andere Schlangen dar.

Wir arbeiten daran, den molekularen Nachweis einer Reptarenavirus-Infektion durch kombinierte Methoden zu erleichtern, jedoch wird dieser durch die hohe Variabilität der Viren stark erschwert. Mittels der von uns angebotenen PCR lässt sich somit nicht nur die Diagnose ''BIBD'' bestätigen, sondern in der überwiegenden Zahl an Beständen auch die sogenannten ''Trägertiere'' erkennen, die eine potentielle Infektionsquelle für einen Bestand darstellen. Bei grossen Beständen kann es sinnvoll sein, zunächst mittels Next Generation Sequencing und de novo gene assembly das ''Reptarenavirom'' zu bestimmen und dann mit einer massgeschneiderten Diagnostik die infizierten Tiere zu bestimmen. Dieser forschungsbasierte Ansatz ist aufwändig, in Einzelfällen aber durchaus sinnvoll.

Siehe mehr zur Forschung unter:  Boid Inclusion Body Disease

For more information on BIBD and our research group: Boid Inclusion Body Disease

Serpentoviren (ehem. Nidoviren)

Serpentoviren werden seit 2014 bei verschiedenen Python-Spezies im Zusammenhang mit einer respiratorischen Erkrankung (Dyspnoe, Röcheln, Schleimproduktion etc.) nachgewiesen. Das Virus verursacht eine chronische proliferative Entzündung der oberen Atemwege, die auf die Lunge übergreifen (proliferative Pneumonie), kann aber auch eine systemische Erkrankung auslösen. 

Mehr Information unter: Serpentovirus in Pythons

For more information:  Serpentovirus in pythons

Ferlavirus (Ophidian (snake) paramyxovirus)

Das Ferlavirus wird bei Reptilien (insbesondere Vipern und Klapperschlangen, jedoch auch Boas, Nattern etc.) im Zusammenhang mit eine respiratorischen und/oder neurologischen Erkrankung nachgewiesen. Als typische pathologische Veränderungen infolge einer Ferlavirus-Infektion gelten eine interstitielle Pneumonie, eine Pankreatitis und/oder eine Meningoenzephalitis.

Sunshine Coast Virus

Dieses Virus ist eng mit Viren der Familie Paramyxoviridae verwandt und wurde erstmals 2012 bei Pythons in Australien nachgewiesen. Auch diese Infektion ist mit einer klinischen respiratorischen und/oder neurologischen Erkrankung assoziiert. Typische pathologische Veränderungen sind wiederum eine interstitielle Pneumonie und/oder Enzephalitis.

Preise (CHF)

Nachweis von Reptarenaviren, Serpentoviren, Ferlaviren, Sunshine Coast Virus mittels PCR

Material

Reptarenaviren: Blut, Choanen- oder Kloakentupfer, Lungenlavage, Gewebe, Paraffinmaterial

Serpentovirus: Choanen- oder Kloakentupfer, Lungenlavage, Gewebe, Paraffinmaterial

Ferlavirus: Choanen- oder Kloakentupfer, Lungenlavage, Gewebe, Paraffinmaterial

Sunshine Coast Virus: Choanen- oder Kloakentupfer, Lungenlavage, Gewebe, Paraffinmaterial

Kosten PCR (CHF)

*Express: max. 3 Tage
**Standard: max. 2 Wochen

Bei weiteren Fragen zur Reptiliendiagnostik (z.B. Screening von Beständen etc.) wenden Sie sich bitte an:

Udo Hetzel: udo.hetzel@uzh.ch, +41 (0)44 635 85 87

Eva Dervas: eva.dervas@uzh.ch, +41 (0)44 635 85 80

Die Forschungsgruppe "Virusinfektionen der Katze" unter der Leitung von Prof. Anja Kipar beschäftigt sich mit der Pathogenese der Felinen Infektiösen Peritonitis (FIP) sowie anderen, v.a. respiratorischen Viruserkrankungen der Katze.

Anja Kipar, Dr.med.vet., DiplECVP, FRCPath, FTA und FVH (Pathologie), MRCVS, hat Tiermedizin in Giessen studiert, wo sie am Institut für Veterinär-Pathologie auch promoviert und ihre Fachtierarztausbildung gemacht hat. Nach einer mehrjährigen Tätigkeit am Institut für Veterinär-Pathologie der Universität Leipzig hat sie wiederum in Giessen gearbeitet und dort auch mit einer Arbeit zur Pathogenese der Felinen Infektiösen Peritonitis habilitiert. Nach 10-jähriger Tätigkeit als Senior Lecturer und Professor of Veterinary Pathology an der Universität Liverpool (Grossbritannien) und zwei Jahren als Professorin an der Universität Helsinki (Finnland) hat sie 2013 die Leitung des Instituts für Veterinärpathologie an der Vetsuisse Fakultät Zürich übernommen. Ihr Veterinärmedizin-spezifisches wissenschafliches Interesse liegt vor allem in der Pathologie der Katze, mit besonderem Schwerpunkt auf der Pathogenese der Felinen Infektiösen Peritonitis. Anja Kipar arbeitet seit mehreren Jahren mit Dr. Marina Meli am Veterinärmedizinischen Labor der Vetsuisse Fakultät Zürich zusammen, was sich in mehreren gemeinsamen Publikationen widerspiegelt.

In Zusammenarbeit mit Pathologen an der Universität Liverpool (Grossbritannien) und der Justus-Liebig- Universität Giessen (Deutschland) erforscht die Gruppe auch die Pathogenese von anderen Virus-bedingten Systemerkrankungen sowie Pneumonien der Katze, mit Schwerpunkt auf das Feline Calicivirus (FCV) sowie das Feline Herpesvirus (FHV-1). In der Vergangenheit hat sie auch an Virus-bedingten Enteritiden (FeLV-assoziierte Enteritis, feline Panleukopenie, Coronavirusenteritis) gearbeitet. Diese Arbeiten haben zu einer Reihe von Publikationen geführt.

Ausgewählte Publikationen Infektionskrankheiten der Katze

Einleitung

Chlamydia abortus (Erreger des Chlamydienabortes) spielt in der Schweiz als häufigster infektiöser Aborterreger bei Schaf und Ziege eine grosse wirtschaftliche Rolle. Zudem handelt es hierbei um einen Erreger mit zoonotischem Potential. Am meisten gefährdet sind schwangere Frauen, welche nach Kontakt mit lammenden/abortierenden Schafen und Ziegen selber einen Abort (Fehlgeburt) erleiden können.

Übersicht Angebot IVPZ

Das IVPZ bietet im Rahmen der Routinediagnostik sowie als nationales (BLV, Bundesamt für Lebensmittelsicherheit und Veterinärwesen) und internationales (OIE, Office International des Epizooties) Referenzlabor Methoden zum direkten oder indirekten Chlamydiennachweis an. Die Chlamydiendiagnostik ist seit 2008 gemäss ISO/EN 17025 akkreditiert und kann aus verschiedenen Proben aller Tierarten durchgeführt werden.

Direkter Erregernachweis (Molekulare Diagnostik, Immunhistochemie)

Der direkte Nachweis einer Chlamydia abortus Infektion (Abortabklärung bei Schaf und Ziege oder Rind) erfolgt direkt über eine C. abortus-spezifische real-time PCR. Andere Chlamydieninfektionen (Nachweis von Chlamydiaceae) bei verschiedenen Tierarten erfolgen routinemässig mittels real-time PCR (Screeningverfahren). Im Falle eines positiven Resultates in der real-time PCR wird anschliessend zur Chlamydienspeziesidentifikation eine konventionelle 16S rRNA-PCR gefolgt von Sequenzierung und Sequenzanalyse (Identifikation nicht typisierbarer oder neuer Chlamydienspezies) oder eine Chiptechnologie (Arraymate Microarray) eingesetzt, die es zusätzlich erlaubt, Mischinfektionen zu erkennen. Ebenfalls stehen weitere Spezies-spezifische real-time PCR Methoden zum Nachweis von Chlamydia pecorum (Wiederkäuer) oder Chlamydia suis (Schwein) zur Verfügung. Auf Anfrage sind zudem weiterführende molekulare Untersuchungen zur Speziestypisierung möglich: Multilocus sequence typing (MLST) oder ompA-basierte Verfahren zur Genotypisierung von Chlamydia psittaci, Chlamydia pecorum und Chlamydia suis sowie für andere Chlamydienspezies.

Für die molekulare Diagnostik eignen sich sowohl frische als auch gefrorene oder bereits fixierte Proben/Gewebe (Plazenta, Labmageninhalt, fetale Leber/Lunge, Tupfer, Kot, Milch, fixierte Gewebe, Paraffinblöcke (FFPE) etc.), beziehungsweise bereits extrahiertes DNA-Material. Es können Chlamydien bei allen Tierarten nachgewiesen werden.

Zudem besteht mittels Immunhistochemie die Möglichkeit, Chlamydienantigen im Formalin-fixierten und Paraffin-eingebetteten Gewebe nachzuweisen. 

Indirekter Erregernachweis (Serologie)

Indirekte Nachweisverfahren (Serologie) stehen für Blutproben/Seren von Rind, Schaf und Ziege zur Verfügung. Die Serologie erfolgt ebenfalls in einem 2-stufigem Verfahren (1. Chlamydiosis Total Ab ELISA: Screening-Nachweis von Antikörpern gerichtet gegen Chlamydia pecorum und Chlamydia abortus, 2. MVD Enfer Chlamydia abortus ELISA: gezielter Nachweis von Antikörpern gegen Chlamydia abortus). In der Regel werden beide Tests parallel durchgeführt.

Weitere Diagnostikangebote: Isolation und Antibiotikaresistenzprüfung

Auf Anfrage isolieren wir Chlamydienstämme in der Zellkultur und führen danach weiterführende Untersuchungen auf mögliche Antibiotikaresistenzen (v.a. Tetrazykline) von Chlamydienstämmen durch. Dies erfolgt im Rahmen von kleineren Forschungsprojekten oder Therapieoptimierungsmassnahmen.

Versand und weitere Beratung

Details zur Einsendung von Proben für die Chlamydiendiagnostik sind dem Merkblatt (PDF, 230 KB) zu entnehmen oder können jederzeit telefonisch oder per E-Mail erfragt werden.

Proben sollten vorzugsweise mittels Express oder A-Post verschickt werden. Kühlung wird empfohlen, falls der Transport mehr als einen Arbeitstag beansprucht. Für Tupferproben raten wir, dass Trockentupfer ohne Transportmedium verwendet werden. Auf Anfrage stellen wir spezielle Abstrichtupfer (flocked swab, Firma Copan) für die Untersuchung gratis zur Verfügung. Für Chlamydiendiagnostikeinsendungen kann folgendes Formular (DOTX, 90 KB)verwendet werden. Gerne steht Ihnen das Chlamydiendiagnostikteam auch beratend zur Seite (Leitung: Prof. Nicole Borel +41 (0) 44 635 85 63 oder Mail an Chlamydiendiagnostikteam, Dr. Hanna Marti: +41 (0) 44 635 85 76).

 Preise Chlamydiendiagnostik und Forschung (CHF)

 Diagnostik

*Preise exklusive Mehrwertsteuer (8.1%), pro Fall (1 - 3 Proben)

Forschung

Preise nach Rücksprache

Dauer bis Fallabschluss

Alle Untersuchungen werden einmal pro Woche durchgeführt, bei Notfällen nach Rücksprache sofort nach Eingang des Probenmaterials.

Immunhistologischer Antigen-Nachweis an Gewebeproben, Immunperoxidase Methode (EnVision® Dako bzw. ChemMate® Dako)

Einsenden

a) Nachweis einer persistenten Virusinfektion an Hautbiopsien (von lebenden Tieren): Unfixierte Stanzbiopsien (6 mm Ø) einsenden (Entnahmestelle nicht kritisch, z.B. seitlich am Hals).

b) Nachweis einer BVD Virus Infektion an Gewebeproben toter Tiere: Ganzer Tierkörper oder unfixierte Proben von Zunge, Schilddrüse und Haut. Auch andere Organe wie z.B. Gehirn, Niere, Pankreas, Speicheldrüse, lymphatische Organe sind für den Virusnachweis geeignet. Mit gewissen Einschränkungen lässt sich Virusantigen auch in formalinfixierten Gewebeproben nachweisen.

Dauer bis Resultat

Für unfixierte Proben 1 bis 3 Tage, für fixierte Proben 1 Woche. Der Test wird jeweils an Dienstagen und Freitagen durchgeführt. Die Proben müssen bis spätestens um 10 Uhr im Labor sein.

Antrag BVD

Antragsformular BVD (DOTX, 88 KB)

Methode

Immunhistologischer Antigen-Nachweis an unfixierten Gewebeproben, Immunperoxidase Methode (EnVision® Dako bzw. ChemMate® Dako)

Einsenden

a) Nachweis einer Border Disease Virus Infektion an Gewebeproben toter Tiere: Ganzer Tierkörper oder unfixierte Proben von Zunge, Schilddrüse und Haut. Auch andere Organe wie z.B. Gehirn, Niere, Pankreas, Speicheldrüse, lymphatische Organe sind für den Virusnachweis geeignet. Mit gewissen Einschränkungen lässt sichVirusantigen auch in formalinfixierten Gewebeproben nachweisen.

b) Nachweis einer persistenten Virusinfektion : Hautbiopsien (von lebenden Tieren), unfixierte Stanzbiopsien (6 mm Ø) einsenden. (Entnahmestelle nicht kritisch, z.B. seitlich am Hals)

Dauer bis Resultat

1 bis 3 Tage